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背景介绍

肿瘤微环境（TME）会导致驻留树突状细胞（DCs）线粒体功能障碍，进而造成抗原呈递不足和T细胞启动能力减弱。树突状细胞作为最强大的抗原呈递细胞，在启动肿瘤特异性T细胞免疫中发挥核心作用。然而，肿瘤微环境通过多种机制破坏DC功能：缺氧诱导DC线粒体病理性分裂，导致线粒体碎片化、内质网应激和脂滴积聚，最终损害抗原交叉呈递能力。传统DC疫苗面临肿瘤归巢能力差、易受TME抑制等难题。因此，亟需一种能够逆转DC线粒体功能障碍、增强肿瘤内DC浸润和功能的策略。

研究思路

针对上述挑战，中国科学院上海药物研究所李亚平研究员、上海交通大学医学院王当歌教授及澳门大学赵琦教授团队提出了一种植物囊泡-树突状细胞嵌合体（CCR2-DC-ANV）。该团队首先发现缺氧是导致肿瘤相关DC中线粒体病理性分裂的关键因素，进而通过基因工程构建了过表达CCR2的DC，以利用肿瘤中高表达的CCL2实现主动靶向。进一步从蛋白核小球藻中提取藻源纳米囊泡（ANVs），将其负载到CCR2-DC中，形成跨物种嵌合体。在670 nm光照下，ANVs通过光合作用产生氧气和NADPH，缓解缺氧和氧化应激，逆转Drp1介导的线粒体过度分裂，恢复线粒体网络。线粒体功能的恢复减轻了内质网应激，减少了脂滴积累，并启动了代谢重编程，从而增强了CCR2-DC-ANV在TME中的抗原呈递和T细胞启动能力。该嵌合体在无需外源肿瘤抗原的情况下，在乳腺癌人源化小鼠模型中展示了增强的治疗效果。相关内容以“A plant vesicle-dendritic cell chimera for enhancing cancer immunotherapy”为题，发表在Nature Communications！

图片解析

图1. 肿瘤进展过程中DC浸润和活化的逐步下降：(a) 早期（I-II期）和晚期（III-IV期）乳腺癌患者组织微阵列中CD1c（cDC2）和CD141（cDC1）的免疫荧光染色及阳性面积定量（早期n=31，晚期n=11，比例尺200 μm/50 μm）。(b-c) 4T1荷瘤小鼠中CD103⁺/CD11b⁺及XCR1⁺/SIRPα⁺细胞（CD11c⁺MHC-II⁺门控）的代表性流式图和定量分析（n=5）。(d) 过继转移DC肿瘤浸润研究流程及CD45.1 BMDC的代表性流式图。(e) 过继转移BMDC后4T1肿瘤生长曲线（n=5）。(f) 乳腺癌患者TMA中成熟cDC（CD11c⁺LAMP3⁺）免疫荧光及定量（早期n=29，晚期n=13）。(g) 活化DC（CD11c⁺CD83⁺）免疫荧光及定量（早期n=31，晚期n=11）。(h-k) GEPIA分析显示cDC1、cDC2、CD11c/LAMP3、CD83高表达与乳腺癌患者总生存期正相关。(l) TIMER平台显示活化髓系DC浸润水平与总生存期正相关。

图2. CCR2-DC-ANV的制备与表征：(a) CCR2-DC制备示意图。(b-c) RT-qPCR和流式细胞术分析CCR2表达（n=3）。(d) CCR2-DC给药后肿瘤荧光定量及代表性图像（n=3）。(e) 肿瘤中CCR2-DC的代表性免疫荧光图像（比例尺500 μm）。(f) 藻类-DBCO制备示意图。(g) 藻类-DBCO（FAM-N₃标记绿色）免疫荧光图像（n=3，比例尺50 μm）。(h) ANVs制备示意图。(i) 藻类和ANVs蛋白的SDS-PAGE图（n=3）。(j) 藻类和ANVs的TEM图像及水合粒径（比例尺1 μm/100 nm）。(k) ANVs的冷冻电镜图像（比例尺50 nm）。(l) ANVs蛋白质组学分析（按细胞组分和生物学过程分类）。(m) 红光照射下DCPIP在600 nm处吸收变化（n=3）。(n) 红光照射下藻类和ANVs的溶解氧含量（n=3）。(o) CCR2-DC-ANV制备示意图。(p) CCR2-DC-ANV的流式细胞术分析（n=3）。(q) BMDC和CCR2-DC-ANV的扫描电镜图像（比例尺1 μm）。(r) CCR2-DC-ANV的免疫荧光图像：CCR2（绿色），ANV叶绿素（红色），比例尺2.5 μm。(s) BMDC和CCR2-DC-ANV中CCR2和GAPDH的Western blot（n=3）。(t) CCR2-DC-ANV的明场图像（白线标示细胞边缘，比例尺2.5 μm）。(u) ANV在BMDC中定位的荧光可视化（6 h，比例尺5 μm）。(v) CCR2-DC-ANV中关键光合蛋白（PsaA、PsbA、PetL）的荧光定位（ANV红色，核蓝色，光合蛋白绿色，比例尺2.5 μm）。(w) CCK-8法检测CCR2-DC-ANV细胞活力（n=4）。

图3. 光照下CCR2-DC-ANV中线粒体碎片化的逆转：(a) CCR2-DC-ANV产生ATP、NADPH和氧气的示意图。(b) TEM显示不同组DC的线粒体形态（红箭头标示线粒体，比例尺1 μm）及各组线粒体长度定量（n=3）。(c) 不同组MitoTracker定量（n=3）。(d-e) 光照后不同时间点CCR2-DC-ANV中MitoSOX（d）和胞内ROS（e）定量（n=5）。(f) 缺氧条件下多次光照后MitoTracker定量（n=3）。(g) 不同ANV负载量下光照后MitoTracker定量（n=3）。(h) CCR2-DC-ANV的氧消耗率分析及备用呼吸容量计算（n=5）。(i) 流式细胞术定量不同组中Drp1 Ser616磷酸化水平（n=3）。(j) 转录组分析显示不同组中HIF-1α基因相对表达量（n=3）。(k) Western blot检测不同组中Drp1 pS616、Drp1 pS637和HIF-1α（n=3）。(l) 不同组中ER Tracker和BODIPY 493/503的免疫荧光图像（比例尺5 μm）。(m) Western blot检测PERK、eIF2α pS51、IRE1α pS724和XBP1（n=3）。(n) 过继转移后肿瘤浸润CCR2-DC-ANV中凋亡（Annexin V⁺）定量（n=5）。(o) 不同组中SIINFEKL-H-2Kb⁺细胞定量（n=5）。(p) 不同组中OVA特异性CD8⁺ T细胞定量（n=5）。(q) 光照CCR2-DC-ANV修复线粒体功能障碍的机制示意图。

图4. CCR2-DC-ANV增强体内抗肿瘤免疫应答：(a) CCR2-DC-ANV免疫激活示意图。(b) 体内研究CCR2-DC-ANV和肿瘤浸润DC免疫激活的实验流程。(c) 肿瘤中CellTracker Blue⁺细胞定量（n=5）。(d-e) CellTracker Blue⁺细胞中CD40、CD80、CD86表达（d）及SIINFEKL-H-2Kd⁺细胞（e）定量（n=5）。(f) 肿瘤中cDC1数量定量（n=5）。(g-h) 肿瘤浸润DC中CD40、CD80、CD86、MHC-I表达（g）及SIINFEKL-H-2Kd⁺细胞（h）定量（n=5）。(i) 体内免疫应答研究实验设计。(j-m) 肿瘤中cDC1（j）、GzmB⁺ CD8⁺ T细胞（k）、IFN-γ⁺ CD8⁺ T细胞（l）、IFN-γ⁺ CD4⁺ T细胞（m）数量定量（n=5）。(n) 不同治疗后cDC1迁移研究实验设计。(o-s) 肿瘤中mig-cDC1（o）、XCL1水平（p）、CCL5水平（q）、SIINFEKL-H-2Kd⁺细胞（r）、OVA特异性CD8⁺ T细胞（s）定量（n=5）。(t) PBS组与CCR2-DC-ANV+L组之间生物学过程的GSEA富集分析（n=3）。(u) TGF-β1水平定量及代表性免疫荧光图像（n=5）。(v) 肿瘤中纤连蛋白、CD31和CD8的代表性免疫荧光图像（比例尺75 μm）。

图5. CCR2-DC-ANV的抗肿瘤疗效：(a) CCR2-DC-ANV治疗原发4T1肿瘤实验设计。(b) 治疗后4T1肿瘤生长曲线（PBS组n=6，其他组n=5）。(c) 治疗后小鼠生存曲线（n=6）。(d) 巨噬细胞耗竭后4T1肿瘤生长曲线（n=5）。(e-f) C57BL/6（e）和Batf3⁻/⁻（f）小鼠中B16-OVA肿瘤生长曲线（PBS组n=6，CCR2-DC-ANV+L组n=8）。(g) CCR2-DC-ANV治疗后C57BL/6和Batf3⁻/⁻小鼠肿瘤中cDC1、IFN-γ⁺ CD8⁺ T细胞、IFN-γ⁺ CD4⁺ T细胞定量（n=5）。(h) Rag1⁻/⁻小鼠中B16-OVA肿瘤生长曲线（n=5）。(i) CD8⁺和CD4⁺ T细胞耗竭实验设计。(j-k) 治疗后4T1肿瘤生长曲线（n=6）。(l) CCR2-DC-ANV体内抗肿瘤机制示意图。(m) CCR2-DC-ANV联合抗PD-L1抗体治疗实验设计。(n) 治疗后4T1肿瘤生长曲线（PBS和抗PD-L1组n=5，其他组n=10）。(o) 治疗后小鼠生存曲线（PBS和抗PD-L1组n=5，其他组n=10）。(p) 联合治疗后4T1肿瘤再挑战生长曲线（n=15，完全缓解小鼠n=11）。(q-r) 治疗后30天脾脏中效应记忆T细胞（Tem，CD44⁺CD62L⁻）和中央记忆T细胞（Tcm，CD44⁺CD62L⁺）定量（n=5）。

图6. CCR2-DC-ANV与裂解物脉冲自体DC疫苗的抗肿瘤疗效比较：(a) CCR2-DC-ANV与DC疫苗治疗原发4T1-OVA肿瘤实验设计。(b) 治疗后4T1-OVA肿瘤生长曲线（PBS组n=6，其他组n=5）。(c) 治疗原发B16-OVA肿瘤实验设计。(d) 治疗后B16-OVA肿瘤生长曲线（n=7）。(e) 治疗远端转移瘤实验设计及光照方法。(f-g) 治疗后原发瘤和远端转移瘤生长曲线（n=7）。(h) 治疗肺转移4T1-Luc肿瘤实验设计。(i) 治疗后肺部荧光和生物发光代表性图像。(j) 肺转移4T1-Luc荷瘤小鼠体内生物发光图像。(k) 治疗后小鼠生存曲线（n=6）。(l) 肺转移H&E染色代表性图像（比例尺2.5 mm）。(m) 肺表面转移结节总数定量（n=5）。(n-q) 骨髓来源DC与cDC1诱导的CD8⁺ T细胞（n）、IFN-γ⁺ CD8⁺ T细胞（o）、IFN-γ⁺ CD4⁺ T细胞（p）和OVA特异性CD8⁺ T细胞（q）的代表性流式图及定量（n=5）。(r) cDC1疫苗与CCR2-cDC1-ANV治疗后4T1-OVA肿瘤生长曲线（n=6）。

图7. 人moDC来源CCR2-DC-ANV的制备、表征及在人源化CDX模型中的抗肿瘤疗效：(a) 利用moDC构建CCR2-DC-ANV示意图。(b) CCR2-DC-ANV代表性免疫荧光图像（比例尺5 μm）。(c) moDC和CCR2-DC-ANV中CD40、CD83、HLA-DR表达及成熟细胞（CD80⁺CD86⁺）定量（n=3）。(d) ELISA检测细胞培养基中IL-12p70水平（n=3）。(e) 外周血T细胞增殖率定量（n=3）。(f) CCR2-DC-ANV孵育后IFN-γ⁺ CD8⁺ T细胞、IFN-γ⁺ CD4⁺ T细胞及IFN-γ和TNF-α水平定量（n=3）。(g) CCR2-DC-ANV免疫激活示意图。(h) PBMC人源化CDX模型制备流程。(i) 治疗后不同器官荧光和生物发光代表性图像（n=3）。(j) 肿瘤中BMDC和CCR2-DC-ANV代表性免疫荧光图像（比例尺75 μm）。(k) moDC来源CCR2-DC-ANV治疗PBMC人源化MDA-MB-231荷瘤模型实验设计。(l) 肿瘤中CD45⁺细胞、IFN-γ⁺ CD8⁺ T细胞、GzmB⁺ CD8⁺ T细胞、IFN-γ⁺ CD4⁺ T细胞定量（n=5）。(m) 治疗后肿瘤生长曲线（n=5）。(n) 治疗后小鼠生存曲线（n=5）。(o) moDC来源CCR2-DC-ANV治疗PBMC人源化HCT-116荷瘤模型实验设计。(p) 治疗后肿瘤生长曲线（n=5）。(q) 治疗后小鼠生存曲线（n=5）。

结论

本研究成功构建了一种植物囊泡-树突状细胞嵌合体CCR2-DC-ANV。该嵌合体通过CCR2-CCL2轴实现肿瘤主动靶向，在670 nm光照下，ANVs通过光合作用产生氧气和NADPH，缓解缺氧和氧化应激，抑制HIF-1α介导的Drp1 Ser616磷酸化，逆转线粒体病理性分裂，恢复线粒体网络和功能。线粒体修复减轻了内质网应激和脂滴积累，增强了抗原呈递和T细胞启动能力。在多种小鼠肿瘤模型及人源化CDX模型中，CCR2-DC-ANV展示了优于传统DC疫苗的抗肿瘤疗效，并可与抗PD-L1抗体协同诱导长期免疫记忆。该研究为下一代DC免疫治疗提供了跨物种嵌合体新策略，也为将光合作用与免疫治疗相结合的细胞器医学平台奠定了基础。

原文链接：

https://doi.org/10.1038/s41467-026-73788-5